Морфология и маркеры иммобилизирующего интерстициального фиброза сердца

Шевченко Ю.Л., Плотницкий А.В., Судиловская В.В., Дубова Е.А., Ульбашев Д.С.

Фиброз — важнейший компонент восстановления целостности тканей и органов после их повреждения. В сердце же это фундаментальный этап в процессе его ремоделирования и, одновременно, центральное звено развития и прогрессирования хронической недостаточности кровообращения.

Известно, что основной причиной сердечной недостаточности является дисфункция кардиомиоцитов, прежде всего, в результате ИБС. Однако нередко встречаются пациенты без явных признаков поражения собственно миокарда. Наша многолетняя клиническая практика, многочисленные научно-экспериментальные исследования позволили предположить, что причиной этого феномена является механический фактор, находящийся за пределами миокардиальных пучков здоровых кардиомиоцитов, но структурно тесно связанный с ними, — межуточная соединительная ткань с измененными физическими свойствами. Этот феномен назван иммобилизирующим интерстициальным фиброзом сердца.

Цель: изучить морфологию соединительной ткани и экспрессию различных фиброгенных маркеров при иммобилизирующем интерстициальном фиброзе сердца.

Материалы и методы. Исследование выполнено на базе патологоанатомического отделения НМХЦ им Н.И. Пирогова. I группа (n = 30) — пациенты с иммобилизирующим интерстициальным фиброзом сердца, причиной смерти которых была сердечная недостаточность. II (n = 10) — группа сравнения (без заболеваний сердечно-сосудистой системы). Возраст пациентов: 68±6,5 лет (I группа), 29±5,1 лет (II группа). Масса сердца: 486±141 г (I группа), 322±32 г (II группа). Гистологические срезы окрашивались гематоксилином и эозином, по Ван Гизону, Вейгерту и по Массону (метод трихром). Проводился иммуногистохимический анализ.

Результаты. Между группами выявлены статистические различия по площади общей зоны фиброза: 13,7±7,4% (I группа), 5,6±4,2% (II группа), p = 0,001; экспрессии MMП-9: 14691±5256 в 1 мм² (I группа), 7116±2831 в 1 мм² (II группа), p=0,0001. Тенасцин-C определялся у пациентов с начальной стадией интерстициального фиброза. В группе сравнения экспрессия тенасцина-С и Bcl-2 не выявлялась. Исследуемые группы отличались по количеству обнаруженного коннексина-43: 24724±14764 в 1 мм² (I группа), 38228±13548 в 1 мм² (II группа), p = 0,02; фибронектина: 3354±719 в 1 мм² (I группа), 1635±557 в 1 мм² (II группа), (p = 0,00003). Выявлены значимые различия между группами в объеме волокон коллагена I типа: 4673±1292 в 1 мм² (I группа), 2269±887 в 1 мм² (II группа), p = 0,0001; III типа: 6959±1385 в 1 мм² (I группа), 2566±568 в 1 мм² (II группа), p = 0,00001.

Заключение. Расшифровка молекулярных и структурных основ перестройки миокарда при фиброзе является ключом к пониманию патогенетических основ развития сердечной недостаточности. В основе иммобилизирующего интерстициального фиброза сердца лежит процесс изменения соединительнотканного каркаса, ведущий к увеличению его плотности, ограничению функции кардиомиоцитов. Иммуногистохимическое исследование и определение маркеров фиброзной перестройки сердца может позволить улучшить диагностику на ранних этапах развития заболевания и предотвратить его прогрессирование.

1. Bui AL, Horwich TB, Fonarow GC. Epidemiology and risk profile of heart failure. Nat Rev Cardiol. 2011; 8(1): 30–41. doi: 10.1038/nrcardio.2010.165.

2. Giamouzis G, Triposkiadis F, Butler J, et al. Heart failure. Cardiol Res Pract. 2011; 2011: 159608. doi:10.4061/2011/159608.

3. Шевченко Ю.Л. Иммобилизирующий интерстициальный фиброз сердца. Вестник НМХЦ им. Н.И. Пирогова. — 2022. — Т.17. — №2. — С. 4–10. doi:10.25881/20728255_2022_17_2_4.

4. Świerblewska E, Wolf J, Kunicka K, et al. Prevalence and distribution of left ventricular diastolic dysfunction in treated patients with long-lasting hypertension. Blood Press. 2018; 27(6): 376-384. doi: 10.1080/08037051.2018.1484661.

5. Jens van de Wouw J, Broekhuizen M, Sorop O, et al. Chronic Kidney Disease as a Risk Factor for Heart Failure With Preserved Ejection Fraction: A Focus on Microcirculatory Factors and Therapeutic Targets. Front Physiol. 2019; 10: 1108. doi: 10.3389/fphys.2019.01108.

6. Riet EE, Hoes AW, Wagenaar KP, et al. Epidemiology of heart failure: the prevalence of heart failure and ventricular dysfunction in older adults over time. A systematic review. Eur J Heart Fail. 2016; 18(3): 242-52. doi: 10.1002/ejhf.483.

7. Mocan M, Mocan Hognogi LD, Anton FP, et al. Biomarkers of Inflammation in Left Ventricular Diastolic Dysfunction. Dis Markers. 2019; 2019: 7583690. doi: 10.1155/2019/7583690.

8. De Boer RA, De Keulenaer G, Bauersachs J, et al. Towards better definition, quantification and treatment of fibrosis in heart failure. A scientific roadmap by the Committee of Translational Research of the Heart Failure Association (HFA) of the European Society of Cardiology. Eur J Heart Fail. 2019; 21(3): 272-285. doi: 10.1002/ejhf.1406.

9. Suthahar N, Meijers WC, Silljé HHW, de Boer RA. From Inflammation to Fibrosis-Molecular and Cellular Mechanisms of Myocardial Tissue Remodelling and Perspectives on Differential Treatment Opportunities. Curr Heart Fail Rep. 2017; 14(4): 235-250. doi: 10.1007/s11897-017-0343-y.

10. Legere SA, Haidl ID, Légaré JF, Marshall JS. Mast Cells in Cardiac Fibrosis: New Insights Suggest Opportunities for Intervention. Front Immunol. 2019; 10: 580. doi: 10.3389/fimmu.2019.00580.

11. Nevers T, Salvador AM, Velazquez F, et al. Th1 effector T cells selectively orchestrate cardiac fibrosis in nonischemic heart failure. J Exp Med. 2017; 214(11): 3311-3329. doi: 10.1084/jem.20161791.

12. Piek A, de Boer RA, Silljé HH. The fibrosis-cell death axis in heart failure. Heart Fail Rev. 2016; 21(2): 199-211. doi: 10.1007/s10741-016-9536-9.

13. Frangogiannis NG. The extracellular matrix in myocardial injury, repair, and remodeling. J Clin Invest. 2017;127(5):1600-1612. doi: 10.1172/ JCI87491.

14. Huet E, Gabison E, Vallee B, et al. Deletion of extracellular matrix metalloproteinase inducer/CD147 induces altered cardiac extracellular matrix remodeling in aging mice. J Physiol Pharmacol. 2015; 66(3): 355-66.

15. Chiao YA, Dai Q, Zhang J, et al. Multi-analyte profiling reveals matrix metalloproteinase-9 and monocyte chemotactic protein-1 as plasma biomarkers of cardiac aging. Circ Cardiovasc Genet. 2011; 4(4): 455-62. doi: 10.1161/CIRCGENETICS.111.959981.

16. Meschiari CA, Ero OK, Pan H, et al. The impact of aging on cardiac extracellular matrix. Geroscience. 2017; 39(1): 7-18. doi: 10.1007/s11357-017-9959-9.

17. Antonov IB, Kozlov KL, Pal’tseva EM, et al. Matrix Metalloproteinases MMP-1 and MMP-9 and Their Inhibitor TIMP-1 as Markers of Dilated Cardiomyopathy in Patients of Different Age. Bull Exp Biol Med. 2018; 164(4): 550-553. doi: 10.1007/s10517-018-4030-0.

18. Martos R, Baugh J, Ledwidge M, et al. Diagnosis of heart failure with preserved ejection fraction: improved accuracy with the use of markers of collagen turnover. Eur J Heart Fail. 2009; 11(2): 191-7. doi: 10.1093/eurjhf/hfn036.

19. Wang JH, Su F, Wang S, et al. CXCR6 deficiency attenuates pressure overload-induced monocytes migration and cardiac fibrosis through downregulating TNF-α-dependent MMP-9 pathway. Int J Clin Exp Pathol. 2014; 7(10): 6514-23.

20. Gutstein DE, Liu FY, Meyers MB, Choo A, Fishman GI. The organization of adherens junctions and desmosomes at the cardiac intercalated disc is independent of gap junctions. J Cell Sci. 2003; 116(Pt5): 875-85. doi: 10.1242/jcs.00258.

21. Duffy HS, Fort AG, Spray DC. Cardiac connexins: genes to nexus. Adv Cardiol. 2006; 42: 1-17. doi: 10.1159/000092550.

22. Solan JL, Lampe PD. Connexin phosphorylation as a regulatory event linked to gap junction channel assembly. Biochim Biophys Acta. 2005; 1711(2): 154-63. doi: 10.1016/j.bbamem.2004.09.013.

23. Lampe PD, Cooper CD, King TJ, Burt JM. Analysis of Connexin43 phosphorylated at S325, S328 and S330 in normoxic and ischemic heart. J. Cell Sci. 2006; 119: 3435–3442.

24. Kostin S, Dammer S, Hein S, et al. Connexin 43 expression and distribution in compensated and decompensated cardiac hypertrophy in patients with aortic stenosis. Cardiovasc Res. 2004; 62(2): 426-36. doi: 10.1016/j.cardiores.2003.12.010.

25. Boengler K, Schulz R. Connexin 43 and Mitochondria in Cardiovascular Health and Disease. Adv Exp Med Biol. 2017; 982: 227-246. doi: 10.1007/978-3-319-55330-6_12.

26. Kostin S, Rieger M, Dammer S, et al. Gap junction remodeling and altered connexin43 expression in the failing human heart. Mol Cell Biochem. 2003; 242(1-2): 135-44.

27. Fannin J, Rice KM, Thulluri S, et al. Age-associated alterations of cardiac structure and function in the female F344xBN rat heart. Age (Dordr). 2014; 36(4): 9684. doi: 10.1007/s11357-014-9684-6.

28. Givvimani S, Pushpakumar S, Veeranki S, Tyagi SC. Dysregulation of Mfn2 and Drp-1 proteins in heart failure. Can J Physiol Pharmacol. 2014; 92(7): 583-91. doi: 10.1139/cjpp-2014-0060.

29. Ai X, Zhao W, Pogwizd SM. Connexin43 knockdown or overexpression modulates cell coupling in control and failing rabbit left ventricular myocytes. Cardiovasc Res. 2010; 85(4): 751-62. doi: 10.1093/cvr/cvp353.

30. dos Santos DO, Blefari V, Prado FP, et al. Reduced expression of adherens and gap junction proteins can have a fundamental role in the development of heart failure following cardiac hypertrophy in rats. Exp Mol Pathol. 2016; 100(1): 167-76. doi: 10.1016/j.yexmp.2015.12.009.

31. Dupont E, Matsushita T, Kaba RA, et al. Altered connexin expression in human congestive heart failure. J Mol Cell Cardiol. 2001; 33(2): 359-71. doi: 10.1006/jmcc.2000.1308.

32. Kostin S, Klein G, Szalay Z, et al. Structural correlate of atrial fibrillation in human patients. Cardiovasc Res. 2002; 54(2): 361-79. doi: 10.1016/ s0008-6363(02)00273-0.

33. Lousinha A, Pereira G, Borrecho G, et al. Atrial fibrosis and decreased connexin 43 in rat hearts after exposure to high-intensity infrasound. Exp Mol Pathol. 2020; 114: 104409. doi: 10.1016/j.yexmp.2020.104409.

34. Baum JR, Long B, Cabo C, Duffy HS. Myofibroblasts cause heterogeneous Cx43 reduction and are unlikely to be coupled to myocytes in the healing canine infarct. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2012; 302(3): H790-800. doi: 10.1152/ajpheart.00498.2011.

35. Nagao K, Inada T, Tamura A, et al. Circulating markers of collagen types I, III, and IV in patients with dilated cardiomyopathy: relationships with myocardial collagen expression. ESC Heart Fail. 2018; 5(6): 1044-1051. doi: 10.1002/ehf2.12360.

36. Weber KT, Janicki JS, Shroff SG, et al. Collagen remodeling of the pressure-overloaded, hypertrophied nonhuman primate myocardium. Circ Res. 1988; 62(4): 757-65. doi: 10.1161/01.res.62.4.757.

37. Suthahar N, Meijers WC, Silljé HHW, de Boer RA. From Inflammation to Fibrosis-Molecular and Cellular Mechanisms of Myocardial Tissue Remodelling and Perspectives on Differential Treatment Opportunities. Curr Heart Fail Rep. 2017; 14(4): 235-250. doi: 10.1007/s11897-017-0343-y.

38. Weber KT, Sun Y, Bhattacharya SK, et al. Myofibroblast-mediated mechanisms of pathological remodelling of the heart. Nat Rev Cardiol. 2013; 10(1): 15-26. doi: 10.1038/nrcardio.2012.158.

39. Newby AC. Metalloproteinase expression in monocytes and macrophages and its relationship to atherosclerotic plaque instability. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2008; 28(12): 2108-14. doi: 10.1161/ATVBAHA.108.173898.

40. Gazoti Debessa CR, Mesiano Maifrino LB, Rodrigues de Souza R. Age related changes of the collagen network of the human heart. Mech Ageing Dev. 2001; 122(10): 1049-58. doi: 10.1016/s0047-6374(01)00238-x.

41. Mendes AB, Ferro M, Rodrigues B, et al. Quantification of left ventricular myocardial collagen system in children, young adults, and the elderly. Medicina (B Aires). 2012; 72(3): 216-20.

42. Meschiari CA, Pinheiro LC, Guimaraes DA, et al. Sodium nitrite attenuates MMP-9 production by endothelial cells and may explain similar effects of atorvastatin. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 2016; 389(2): 223-31. doi: 10.1007/s00210-015-1192-4.

43. Halper J, Kjaer M. Basic components of connective tissues and extracellular matrix: elastin, fibrillin, fibulins, fibrinogen, fibronectin, laminin, tenascins and thrombospondins. Adv Exp Med Biol. 2014; 802: 31-47. doi: 10.1007/978-94-007-7893-1_3.

44. Nattel S. Molecular and Cellular Mechanisms of Atrial Fibrosis in Atrial Fibrillation. JACC Clin Electrophysiol. 2017; 3(5): 425-435. doi: 10.1016/j.jacep.2017.03.002.

45. Cojan-Minzat BO, Zlibut A, Agoston-Coldea L. Non-ischemic dilated cardiomyopathy and cardiac fibrosis. Heart Fail Rev. 2020. doi: 10.1007/ s10741-020-09940-0.

46. Ma ZG, Yuan YP, Wu HM, et al. Cardiac fibrosis: new insights into the pathogenesis. Int J Biol Sci. 2018; 14(12): 1645-1657. doi: 10.7150/ijbs.28103.

47. Pedram A, Razandi M, Narayanan R, Levin ER. Estrogen receptor beta signals to inhibition of cardiac fibrosis. Mol Cell Endocrinol. 2016; 434: 57-68. doi: 10.1016/j.mce.2016.06.018.

48. Medzikovic L, Aryan L, Eghbali M.J Connecting sex differences, estrogen signaling, and microRNAs in cardiac fibrosis. Mol Med (Berl). 2019; 97 (10): 1385-1398. doi: 10.1007/s00109-019-01833-6.

49. Chatzifrangkeskou M, Le Dour C, Wu W, et al. ERK1/2 directly acts on CTGF/CCN2 expression to mediate myocardial fibrosis in cardiomyopathy caused by mutations in the lamin A/C gene. Hum Mol Genet. 2016; 25(11): 2220-2233. doi: 10.1093/hmg/ddw090.

50. Levick SP, Widiapradja A. Mast Cells: Key Contributors to Cardiac Fibrosis. Int J Mol Sci. 2018; 19(1): 231. doi: 10.3390/ijms19010231.

51. Gong D, Shi W, Yi SJ, et al. TGFβ signaling plays a critical role in promoting alternative macrophage activation. BMC Immunol. 2012; 13: 31. doi: 10.1186/1471-2172-13-31.

52. Kong P, Christia P, Frangogiannis NG. The pathogenesis of cardiac fibrosis. Cell Mol Life Sci. 2014; 71(4): 549-74. doi: 10.1007/s00018-013-1349-6.